неизвестной этиологии что это значит

Архив

Обследование взрослого пациента
с лихорадкой неизвестной этиологии

Approach to the Adult Patient with Fever of Unknown Origin
A. R. Roth, G. M. Basello
Am Fam Physician 2003;68:2223-8

Взрослые пациенты часто обращаются к семейному врачу по поводу лихорадки выше 38,3 °C. В большинстве случаев диагноз устанавливается легко на основании клиники и целенаправленного физикального обследования. Иногда для подтверждения диагноза достаточно простых анализов, таких как развернутый анализ крови или посев мочи на стерильность. Чаще всего в качестве этиологического фактора выступает вирусное заболевание (например, ОРВИ), которое, как правило, проходит в течение двух недель. Если же лихорадка сохраняется дольше, следует провести более подробную диагностику. Хотя в некоторых случаях продолжительная лихорадка является проявлением серьезных заболеваний, большинство из которых удается диагностировать и лечить.

Определение и классификация

Лихорадка неизвестной этиологии (ЛНЭ) характеризуется наличием температуры тела выше 38,3 °C, зарегистрированной несколькими измерениями в течение трех недель при отсутствии четко установленного диагноза, несмотря на однонедельное обследование в стационаре (R. G. Petersdorf et al., 1961). В зависимости от характеристики больных потенциальные этиологические факторы ЛНЭ разделяют на четыре категории: классические, нозокомиальные, иммунодефицитные и связанные с ВИЧ, каждая из которых требует своей дифференциальной диагностики и, соответственно, различных схем обследования больного (таблица 1).

Таблица 1. Классификация категорий лихорадки неизвестной этиологии
(по D. T. Durack et al., 1991)

Классическая категория

Классическая категория этиологических факторов включает пациентов, соответствующих классическим критериям ЛНЭ, сейчас ставится ударение на обследовании этих когда-то практически здоровых пациентов в амбулаторных условиях. Согласно обновленным критериям ЛНЭ, обследование без выявления этиологии лихорадки должно проводиться по крайней мере три дня в стационарных условиях, или во время трех амбулаторных посещений, или в течение одной недели логического и интенсивного амбулаторного обследования. Наиболее часто такая ЛНЭ обусловлена инфекцией, злокачественным либо коллагеновым сосудистым заболеванием.

Нозокомиальная категория

Нозокомиальная ЛНЭ — лихорадка, несколько раз возникающая у пациента, который был госпитализирован более 24 часов назад и у которого на момент госпитализации не было явных признаков инфекции. Для постановки этого диагноза необходимо обследование в течение как минимум трех дней без определения этиологии лихорадки. Заболевания, обуславливающие нозокомиальную ЛНЭ, включают септический тромбофлебит, ТЭЛА, энтероколит, вызванный Clostridium difficile, и побочное действие медикаментов. У больных с назогастральными либо назотрахеальными трубками причиной лихорадки может быть синусит.

Иммунодефицитная категория

Этиология, связанная с ВИЧ

ЛНЭ, связанная с ВИЧ, — рецидивирующая лихорадка в течение четырех недель у амбулаторного либо в течение трех дней — у госпитализированного больного с ВИЧ-инфекцией. Хотя острая ВИЧ-инфекция остается важным этиологическим фактором классической ЛНЭ, вирус также повышает восприимчивость больных к оппортунистическим инфекциям. Дифференциальная диагностика ЛНЭ у ВИЧ-положительных пациентов включает такие инфекционные факторы, как комплекс Mycobacterium avium-intracellulare, пневмонию, вызванную Pneumocystis carinii, и цитомегаловирус. Важно принять во внимание и географические особенности: например, пациенты, живущие на юго-западе США, более восприимчивы к кокцидиомикозу. ЛНЭ неинфекционного генеза у пациентов с ВИЧ-инфекцией встречается реже, она вызвана лимфомами, саркомой Капоши и побочным действием лекарств.

Дифференциальная диагностика

Для дифференциальной диагностики факторы ЛНЭ разделяют на четыре основные подгруппы: инфекционные (встречаются чаще всего), злокачественные, аутоиммунные и другие факторы (таблица 2).

Таблица 2. Наиболее частые этиологические факторы лихорадки неизвестной этиологии

Инфекционные этиологические факторы

Из множества инфекционных факторов ЛНЭ наиболее часто встречается туберкулез (особенно внелегочный) и абсцесс таза или брюшной полости. Абсцесс брюшной полости может быть следствием перфорации полых органов (например, при аппендиците), дивертикулита, злокачественного заболевания или травмы. Следует также иметь в виду другие часто встречающиеся инфекционные заболевания: подострый бактериальный эндокардит, синусит, остеомиелит и абсцесс зуба. Чем дольше продолжается лихорадка, тем меньшая вероятность инфекционного происхождения лихорадки. У пациентов с длительной ЛНЭ следует исключить наличие злокачественного новообразования либо аггравацию.

Злокачественные заболевания

В связи с возрастанием популяции людей пожилого возраста, а также учитывая достижения в диагностике и лечении заболеваний, характерных для пожилых пациентов, у таких больных на первое место среди этиологических факторов вышли злокачественные заболевания. У пациентов с ЛНЭ часто выявляют труднодиагностируемые новообразования: хронический лейкоз, лимфомы, гипернефрому (почечноклеточный рак) и метастатический рак.

Аутоиммунные заболевания

В прошлом с ЛНЭ часто были связаны такие воспалительные заболевания, как ревматоидный артрит и ревматическая лихорадка, однако теперь благодаря достижениям в серологической диагностике их стали диагностировать значительно быстрее. Сейчас наиболее частыми аутоиммунными факторами ЛНЭ выступают проявления ювенильного ревматоидного артрита (болезнь Стилла) у взрослых и темпоральный артериит, поскольку их тяжело выявить даже с помощью лабораторных анализов.

У больных старше 65 лет с ЛНЭ чаще всего связаны такие полисистемные аутоиммунные заболевания, как височный артериит и ревматическая полимиальгия. Больным пожилого возраста с симптоматикой, характерной для височного артериита, и повышением СОЭ следует выполнить биопсию височной артерии.

Другие заболевания

ЛНЭ могут обуславливать многие другие нозологии, из них чаще всего встречается побочное действие лекарств (таблица 3). Осложнения цирроза и гепатита (алкогольного, гранулематозного или люпоидного) также являются потенциальными факторами ЛНЭ. У соответствующих пациентов следует исключить тромбоз глубоких вен с помощью ультразвукового исследования с допплерографией (хотя это редкая причина ЛНЭ). У больных хотя бы с минимальным медицинским образованием и лихорадкой длительностью более 6 месяцев необходимо исключить аггравацию. В 20% случаев ЛНЭ не удается установить точный диагноз, однако у таких пациентов, как правило, благоприятный прогноз.

Таблица 3. Медикаменты, часто вызывающие лихорадку

Обследование больных с ЛНЭ

У больного с лихорадкой прежде всего следует подробно собрать анамнез, провести физикальное обследование и соответствующие лабораторные анализы. По мере того, как вырисовывается определенная догадка об этиологии лихорадки, сбор анамнеза и физикальное обследование следует повторить. Первый шаг — подтвердить анамнез лихорадки и определить тип лихорадки. Выявление классического типа лихорадки (интермиттирующей, постоянной), несоответствия между пульсом и температурой может быть полезным, однако редко помогает установить диагноз.

Во время сбора анамнеза следует обратить особенное внимание на недавние путешествия, условия труда, контакты с животными и лицами с подобной симптоматикой. У пациентов, вернувшихся из эндемичных по туберкулезу и малярии регионов, необходимо исключить эти заболевания. Также у ряда больных необходимо исключить заболевания, характерные для владельцев животных.

Рис. 1. Алгоритм диагностики лихорадки неизвестной этиологии.

Объяснения к рис. 1. ОАК — общий анализ крови, ОАМ — общий анализ мочи, КТ — компьютерная томография, КУБ — кислотоустойчивые бактерии, ЦМВ — цитомегаловирус, ВЭБ — вирус Эпштейна-Барра, АСО — антистрептолизин О, АНАТ — антинуклеарные антитила, ОГК — органы грудной клетки, ТТЭхоКГ — трансторакальная эхокардиография, ЧПЭхоКГ — чреспищеводная эхокардиография.

При сборе семейного анамнеза следует исключить наследственную этиологию лихорадки, например, семейную средиземноморскую лихорадку [1]. Среди данных анамнеза необходимо обратить внимание на наличие лимфомы, ревматизма и патологии брюшной полости (например, воспалительного заболевания кишечника), рецидив которого может вызвать лихорадку. У больных, принимающих лекарства, следует исключить лихорадку вследствие побочного эффекта препарата.

При физикальном обследовании не всегда сразу можно выявить диагностические «подсказки», поэтому важно повторить обследование, обращая особенное внимание на состояние кожи, слизистых оболочек и лимфатической системы. План визуализирующих методов обследования должен зависеть в основном от данных анамнеза и физикального обследования (например, шум в сердце при отрицательном результате посева крови на стерильность является показанием для проведения обычной и при необходимости — чреспищеводной эхокардиографии), а не от пассивного соблюдения алгоритма, приведенного на рисунке 1. Эндокардит можно подтвердить с помощью двух больших и 6 малых клинических критериев по Дюку.

Результаты предшествующих анализов (развернутый анализ крови, СОЭ, печеночные пробы, развернутый анализ мочи, посевы основных сред организма на стерильность) помогают отнести клинический случай к определенной подгруппе ЛНЭ и продолжить более специфическое обследование, избегая случайного назначения дорогих или инвазивных методов исследования.

Реакция Манту — недорогой скрининговый тест, который необходимо проводить всем пациентам с ЛНЭ, в анамнезе которых не было положительного его результата. Однако положительная реакция сама по себе не дает возможности установить диагноз активного туберкулеза. Для выявления возможного очага инфекции, коллагеновых сосудистых или злокачественных заболеваний необходимо выполнить обзорную рентгенографию органов грудной клетки. Если предварительные обследования не дают возможности обнаружить источник лихорадки, тогда, в зависимости от клиники, следует провести более специфические анализы: серологию, УЗИ, КТ, ЯМР и радионуклидную сцинтиграфию.

Если во время первичного обследования возникает соответствующее подозрение, с помощью УЗИ или КТ органов брюшной полости или таза можно сразу исключить такие частые причини ЛНЭ, как абсцесс и злокачественное новообразование органов брюшной полости.

ЯМР следует использовать для окончательной верификации диагноза, выявленного другими методами обследования, или когда причина лихорадки остается неизвестной. Для выявления воспалительных заболеваний или опухолей, не видимых на КТ, показано радионуклидное сканирование с галлием-67, технецием-99m либо лейкоцитами, мечеными индием, хотя с помощью этих тестов нельзя диагностировать коллагеновые сосудистые и некоторые другие заболевания (таблица 4).

Таблица 4. Визуализирующие методы обследования больных с ЛНЭ

Для диагностики воспалительных заболеваний кишечника и саркоидоза показано эндо­скопи­чес­кое исследование. Недавно появился новый диагностический тест для обследования больных с ЛНЭ — позитрон-эмиссионная томография (ПЭТ), которая с высокой степенью вероятности позволяет исключить воспалительную этиологию лихорадки. Однако еще не достаточно данных для оценки, насколько применение этого дорогого и редкого метода оправдано для обследования больных с ЛНЭ.

Более инвазивные исследования, такие как люмбальная пункция или биопсия костного мозга, печени либо лимфоузлов, показаны при более выраженной соответствующей клинике или если причина лихорадки остается неизвестной, несмотря на тщательное обследование. Если окончательный диагноз все же не установлен и клиническая ситуация выглядит сложной, может оказаться полезной консультация инфекциониста, ревматолога либо онколога.

Подготовил Богдан Борис

[1] Характеризуется кратковременными рецидивами лихорадки и боли в животе, груди или суставах с эритемой, подобной роже. — Прим. перев.

Источник

Передовые технологии в диагностике вирусных заболеваний неясной этиологии

Полный текст:

Аннотация

Расшифровка инфекционных заболеваний неясной этиологии является одной из актуальных проблем современной медицины, потому как получение лабораторно подтвержденного диагноза, к сожалению, удается осуществить лишь в весьма небольшой доле случаев таких заболеваний. Так как большая часть часто встречающихся в средних широтах инфекционных заболеваний имеет характерную выраженную клиническую картину, до недавнего времени этой проблеме не уделялось должного внимания. Возрастание числа случаев инфекционных заболеваний, не характеризующихся идентифицируемым набором клинических признаков, наблюдаемое в последнее время, заставляет рассматривать проблему более пристально. Считается, что такая тенденция обусловлена рядом обстоятельств, включая ослабление санитарного контроля территорий, усиление миграционных потоков, как внутренних, так и внешних, отказ от вакцинации на фоне длительного периода эпидемического благополучия, возникновение атипичных штаммов бактерий как следствие нерациональной антибиотикотерапии, и другие. Вирусы являются наиболее распространенными организмами на нашей планете, что обуславливает ведущую роль инфекционных агентов вирусной природы в структуре инфекционных заболеваний неясной этиологии. По некоторым оценкам, полученным методами математического моделирования, существует не менее 320 000 видов вирусов, способных к инфицированию млекопитающих, большая часть которых еще не описана. Поэтому мониторинг циркуляции известных вирусных патогенов, отслеживание путей их распространения, эволюции и изменений нуклеотидной последовательности их геномов, а также выявление новых видов вирусов становятся жизненно важными аспектами эпидемиологического надзора, необходимыми для своевременного реагирования на возникающие угрозы, прогнозирования и раннего выявления вспышек вирусных заболеваний человека и животных. В представленном обзоре рассматриваются как традиционные молекулярно-генетические методы выявления вирусных патогенов, такие как методы ПЦР, ПЦР в режиме реального времени, секвенирование по Сенгеру с предварительным клонированием, так и методы, основанные на применении секвенирования второго и третьего поколений. В связи с тем, что исследование вирусных инфекционных агентов с помощью технологий высокопроизводительного секвенирования NGS (англ. Next Generation Sequencing) на сегодняшний день приобретает все большее практическое значение для диагностики, борьбы с болезнями, молекулярной эпидемиологии и инфекционного контроля, более подробное рассмотрение получили различные методы, основанные на применении этих технологий. Особое место было также отведено подходам, применяющимся для обогащения вирусного генетического материала в образцах с низким содержанием нуклеиновых кислот патогена.

Ключевые слова

Об авторах

111123, Москва, ул. Новогиреевская, 3а, Тел.: 8 917 597-20-85 (моб.)

Кандидат биологических наук, научный сотрудник отдела молекулярной диагностики и эпидемиологии ФБУН ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора; научный сотрудник кафедры высших растений МГУ им. М.В. Ломоносова.

Младший научный сотрудник отдела молекулярной диагностики, научная группа разработки новых методов диагностики на основе секвенирования следующего поколения ФБУН ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора; лаборант лаборатории исторической генетики, радиоуглеродного анализа и прикладной физики МФТИ.

Москва; Долгопрудный, Московская область

Кандидат медицинских наук, заместитель директора по научнопроизводственной работе ФГБУ Центр стратегического планирования и управления медико-биологическими рисками здоровью МЗ РФ.

Кандидат медицинских наук, заместитель директора по науке ФБУН НИИ ЭМ им. Пастера; ведущий научный сотрудник ИМПТТЗ им. Е.И. Марциновского.

Санкт Петербург, Москва

Список литературы

1. Aanensen D.M., Feil E.J., Holden M.T.G., Dordel J., Yeats C.A., Fedosejev A., Goater R., Castillo-Ramfrez S., Corander J., Colijn C., Chlebowicz M.A., Schouls L., Heck M., Pluister G., Ruimy R., Kahlmeter G., Ahman J., Matuschek E., Friedrich A.W., Parkhill J., Bentley S.D., Spratt B.G., Grundmann H. Whole-genome sequencing for routine pathogen surveillance in public health: a population snapshot of invasive Staphylococcus aureus in Europe. mBio, 2016, vol. 7, no. 3. doi: 10.1128/mBio.00444-16

2. Allen U.D., Hu P., Pereira S.L., Robinson J.L., Paton T.A., Beyene J., Khodai-Booran N., Dipchand A., Hebert D., Ng V., Nalpathamkalam T., Read S. The genetic diversity of Epstein—Barr virus in the setting of transplantation relative to non-transplant settings: a feasibility study. Pediatr. Transplant., 2016, vol. 20, no. 1, pp. 124—129. doi: 10.1111/petr.12610

3. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol., 1990, vol. 215, no. 3, pp. 403-410. doi: 10.1016/S0022-2836(05)80360-2

4. Ambrose H.E., Clewley J.P. Virus discovery by sequence-independent genome amplification. Rev. Med. Virol., 2006, vol. 16, no. 6, pp. 365-383. doi: 10.1002/rmv.515

5. Anthony S.J., Epstein J.H., Murray K.A., Navarrete-Macias I., Zambrana-Torrelio C.M., Solovyov A., Ojeda-Flores R., Arrigo N.C., Islam A., Ali Khan S., Hosseini P., Bogich T.L., Olival K.J., Sanchez-Leon M.D., Karesh W.B., Goldstein T., Luby S.P., Morse S.S., Mazet J.A.K., Daszak P., Lipkin W.I. A Strategy to estimate unknown viral diversity in mammals. mBio, 2013, vol. 4, no. 5. doi: 10.1128/mBio.00598-13

6. Artimo P., Jonnalagedda M., Arnold K., Baratin D., Csardi G., de Castro E., Duvaud S., Flegel V., Fortier A., Gasteiger E., Grosdidier A., Hernandez C., Ioannidis V., Kuznetsov D., Liechti R., Moretti S., Mostaguir K., Redaschi N., Rossier G., Xenarios I., Stockinger H. ExPASy: SIB bioinformatics resource portal. Nucl. Acids Res., 2012, vol. 40, no. W1, pp. W597-W603. doi: 10.1093/nar/gks400

7. Ayginin A.A., Pimkina E.V., Matsvay A.D., Speranskaya A.S., Safonova M.V., Blinova E.A., Artyushin I.V., Dedkov V.G., Shipulin G.A., Khafizov K. The Study of viral RNA diversity in bird samples using de novo designed multiplex genus-specific primer panels. Adv. Virol, 2018, vol. 2018, pp. 1-10. doi: 10.1155/2018/3248285

8. Bartha I., Carlson J.M., Brumme C.J., McLaren P.J., Brumme Z.L., John M., Haas D.W., Martinez-Picado J., Dalmau J., Lopez-Gallndez C., Casado C., Rauch A., Gunthard H.F., Bernasconi E., Vernazza P., Klimkait T., Yerly S., O’Brien S. J., Listgarten J., Pfeifer N., Lippert C., Fusi N., Kutalik Z., Allen T.M., Muller V., Harrigan P.R., Heckerman D., Telenti A., Fellay J., for the HIV Genome-to-Genome Study and the Swiss HIV Cohort Study. A genome-to-genome analysis of associations between human genetic variation, HIV-1 sequence diversity, and viral control. eLife, 2013, vol. 2. doi: 10.7554/eLife.01123

9. Berry T.E., Osterrieder S.K., Murray D.C., Coghlan M.L., Richardson A.J., Grealy A.K., Stat M., Bejder L., Bunce M. DNA metabarcoding for diet analysis and biodiversity: a case study using the endangered Australian sea lion (Neophoca cinerea). Ecol. Evol, 2017, vol. 7, no. 14, pp. 5435-5453. doi: 10.1002/ece3.3123

10. Bialasiewicz S., McVernon J., Nolan T., Lambert S.B., Zhao G., Wang D., Nissen M.D., Sloots T.P. Detection of a divergent Parainfluenza 4 virus in an adult patient with influenza like illness using next-generation sequencing. BMC Infect. Dis, 2014, vol. 14, no. 1. doi: 10.1186/1471-2334-14-275

11. Bonsall D., Ansari M.A., Ip C., Trebes A., Brown A., Klenerman P, Buck D., STOP-HCV Consortium, Piazza P., Barnes E., Bowden R. ve-SEQ: robust, unbiased enrichment for streamlined detection and whole-genome sequencing of HCV and other highly diverse pathogens. F1000Research, 2015, vol. 4, p. 1062. doi: 10.12688/f1000research.7111.1

12. Briese T., Kapoor A., Mishra N., Jain K., Kumar A., Jabado O.J., Lipkin W.I. Virome capture sequencing enables sensitive viral diagnosis and comprehensive virome analysis. mBio, 2015, vol. 6, no. 5. doi: 10.1128/mBio.01491-15

13. Brown J.R., Roy S., Ruis C., Yara Romero E., Shah D., Williams R., Breuer J. Norovirus whole-genome sequencing by sureselect target enrichment: a robust and sensitive method. J. Clin. Microbiol., 2016, vol. 54, no. 10,pp. 2530—2537. doi: 10.1128/JCM.01052-16

14. Calvet G., Aguiar R.S., Melo A.S.O., Sampaio S.A., de Filippis I., Fabri A., Araujo E.S.M., de Sequeira P.C., de Mendon^a M.C.L., de Oliveira L., Tschoeke D.A., Schrago C.G., Thompson F.L., Brasil P., dos Santos F.B., Nogueira R.M.R., Tanuri A., de Filippis A.M.B. Detection and sequencing of Zika virus from amniotic fluid of fetuses with microcephaly in Brazil: a case study. Lancet Infect. Dis., 2016, vol. 16, no. 6, pp. 653—660. doi: 10.1016/S1473-3099(16)00095-5

15. Castrignano S.B., Nagasse-Sugahara T.K., Kisielius J.J., Ueda-Ito M., Brandao P.E., Curti S.P. Two novel circo-like viruses detected in human feces: complete genome sequencing and electron microscopy analysis. Virus Res., 2013, vol. 178, no. 2, pp. 364— 373. doi: 10.1016/j.virusres.2013.09.018

16. Chen Y., Yao H., Thompson E.J., Tannir N.M., Weinstein J.N., Su X. VirusSeq: software to identify viruses and their integration sites using next-generation sequencing of human cancer tissue. Bioinformatics, 2013, vol. 29, no. 2, pp. 266—267. doi: 10.1093/bioinformatics/bts665

17. Choi S.K., Choi J.K., Park W.M., Ryu K.H. RT-PCR detection and identification of three species of cucumoviruses with a genus-specific single pair of primers. J. Virol. Methods, 1999, vol. 83, no. 1-2, pp. 67—73. doi: 10.1016/s0166-0934(99)00106-8

18. Clarke S., Innocenti G.M. Organization of immature intrahemispheric connections. J. Comp. Neurol., 1986, vol. 251, no. 1, pp. 1—22. doi: 10.1002/cne.902510102

19. Cotten M., Petrova V., Phan M.V.T., Rabaa M.A., Watson S.J., Ong S.H., Kellam P, Baker S. Deep sequencing of Norovirus genomes defines evolutionary patterns in an urban tropical setting. J. Virol., 2014, vol. 88, no. 19, pp. 11056—11069. doi: 10.1128/JVI. 01333-14

20. De Vries M., Deijs M., Canuti M., van Schaik B.D.C., Faria N.R., van de Garde M.D.B., Jachimowski L.C.M., Jebbink M.F., Jakobs M., Luyf A.C.M., Coenjaerts F.E.J., Claas E.C.J., Molenkamp R., Koekkoek S.M., Lammens C., Leus F., Goossens H., Ieven M., Baas F., van der Hoek L. A sensitive assay for virus discovery in respiratory clinical samples. PLoS One, 2011, vol. 6, no. 1: e16118. doi: 10.1371/journal.pone.0016118

21. Dedkov V.G., Lukashev A.N., Deviatkin A.A., Kuleshov K.V., Safonova M.V., Poleshchuk E.M., Drexler J.F., Shipulin G.A. Retrospective diagnosis of two rabies cases in humans by high throughput sequencing. J. Clin. Virol., 2016, vol. 78, pp. 74—81. doi: 10.1016/j.jcv.2016.03.012

22. Denesvre C., Dumarest M., Remy S., Gourichon D., Eloit M. Chicken skin virome analyzed by high-throughput sequencing shows a composition highly different from human skin. Virus Genes, 2015, vol. 51, no. 2, pp. 209—216. doi: 10.1007/s11262-015-1231-8

23. DePew J., Zhou B., McCorrison J.M., Wentworth D.E., Purushe J., Koroleva G., Fouts D.E. Sequencing viral genomes from a single isolated plaque. Virol. J., 2013, vol. 10, no. 1:181. doi: 10.1186/1743-422X-10-181

24. Depledge D.P., Kundu S., Jensen N.J., Gray E.R., Jones M., Steinberg S., Gershon A., Kinchington P.R., Schmid D.S., Balloux F., Nichols R.A., Breuer J. Deep sequencing of viral genomes provides insight into the evolution and pathogenesis of Varicella Zoster virus and its vaccine in humans. Mol. Biol. Evol., 2014, vol. 31, no. 2, pp. 397—409. doi: 10.1093/molbev/mst210

25. Depledge D.P., Palser A.L., Watson S.J., Lai I.Y.-C., Gray E.R., Grant P., Kanda R.K., Leproust E., Kellam P., Breuer J. Specific capture and whole-genome sequencing of viruses from clinical samples. PLoS One, 2011, vol. 6, no. 11: e27805. doi: 10.1371/jour-nal.pone.0027805

26. Djikeng A., Halpin R., Kuzmickas R., DePasse J., Feldblyum J., Sengamalay N., Afonso C., Zhang X., Anderson N.G., Ghedin E., Spiro D.J. Viral genome sequencing by random priming methods. BMC Genomics, 2008, vol. 9, no. 1:5. doi: 10.1186/1471-2164-9-5

27. Donaldson C.D., Clark D.A., Kidd I.M., Breuer J., Depledge D.D. Genome sequence of Human Herpesvirus 7 strain UCL-1. GenomeAnnounc., 2013, vol. 1, no. 5. doi: 10.1128/genomeA.00830-13

28. Drosten C., Gunther S., Preiser W., van der Werf S., Brodt H.-R., Becker S., Rabenau H., Panning M., Kolesnikova L., Fouchier R.A.M., Berger A., Burguiere A.-M., Cinatl J., Eickmann M., Escriou N., Grywna K., Kramme S., Manuguerra J.-C., Muller S., Rickerts V., Sturmer M., Vieth S., Klenk H.-D., Osterhaus A.D.M.E., Schmitz H., Doerr H.W. Identification of a novel coronavirus in patients with severe acute respiratory syndrome. N. Engl. J. Med., 2003, vol. 348, no. 20, pp. 1967—1976. doi: 10.1056/NEJMoa030747

29. Ebert K., Depledge D.P., Breuer J., Harman L., Elliott G. Mode of virus rescue determines the acquisition of VHS mutations in VP22-negative Herpes Simplex Virus 1. J. Virol., 2013, vol. 87, no. 18, pp. 10389—10393. doi: 10.1128/JVI.01654-13

30. Eckert S.E., Chan J.Z.-M., Houniet D., Breuer J., Speight G. Enrichment oflong DNA fragments from mixed samples for Nanopore sequencing. bioRxiv: The preprint server for biology, 2016. doi: 10.1101/048850

31. Erlwein O., Robinson M.J., Dustan S., Weber J., Kaye S., McClure M.O. DNA extraction columns contaminated with murine sequences. PLoS One, 2011, vol. 6, no. 8: e23484. doi: 10.1371/journal.pone.0023484

32. Faria N.R., Azevedo R.D.S.D.S., Kraemer M.U.G., Souza R., Cunha M.S., Hill S.C., Theze J., Bonsall M.B., Bowden T.A., Rissanen I., Rocco I.M., Nogueira J.S., Maeda A.Y., Vasami F.G.D.S., Macedo F.L.D.L., Suzuki A., Rodrigues S.G., Cruz A.C.R., Nunes B.T., Medeiros D.B.D.A., Rodrigues D.S.G., Nunes Queiroz A.L., Silva E.V.P.D., Henriques D.F., Travassos da Rosa E.S., de Oliveira C.S., Martins L.C., Vasconcelos H.B., Casseb L.M.N., Simith D.D.B., Messina J.P., Abade L., Lourenco J., Alcantara L.C.J., Lima M.M.D., Giovanetti M., Hay S.I., de Oliveira R.S., Lemos P.D.S., Oliveira L.F.D., de Lima C.P.S., da Silva S.P., Vasconcelos J.M.D., Franco L., Cardoso J.F., Vianez-Junior J.L.D.S.G., Mir D., Bello G., Delatorre E., Khan K., Creatore M., Coelho G.E., de Oliveira W.K., Tesh R., Pybus O.G., Nunes M.R.T., Vasconcelos P.F.C. Zika virus in the Americas: Early epidemiological and genetic findings. Science, 2016, vol. 352, no. 6283, pp. 345—349. doi: 10.1126/science.aaf5036

33. Fonseca N.A., Rung J., Brazma A., Marioni J.C. Tools for mapping high-throughput sequencing data. Bioinformatics, 2012, vol. 28, no. 24, pp. 3169—3177. doi: 10.1093/bioinformatics/bts605

34. Gardy J.L., Naus M., Amlani A., Chung W., Kim H., Tan M., Severini A., Krajden M., Puddicombe D., Sahni V., Hayden A.S., Gustafson R., Henry B., Tang P. Whole-genome sequencing of measles virus genotypes H1 and D8 during outbreaks of infection following the 2010 Olympic Winter Games reveals viral transmission routes. J. Infect. Dis, 2015, vol. 212, no. 10, pp. 1574—1578. doi: 10.1093/infdis/jiv271

35. Geoghegan J.L., Holmes E.C. Predicting virus emergence amid evolutionary noise. Open Biol., 2017, vol. 7, no. 10. doi: 10.1098/ rsob.170189

36. Gnaneshan S., Ijaz S., Moran J., Ramsay M., Green J. HepSEQ: international public health repository for hepatitis B. Nucleic Acids Res., 2007, vol. 35, pp. D367—D370. doi: 10.1093/nar/gkl874

37. Goodacre N., Aljanahi A., Nandakumar S., Mikailov M., Khan A.S. A Reference Viral Database (RVDB) to enhance bioinformatics analysis of high-throughput sequencing for novel virus detection. mSphere, 2018, vol. 3, no. 2. doi: 10.1128/mSphereDi-rect.00069-18

38. Grabherr M.G., Haas B.J., Yassour M., Levin J.Z., Thompson D.A., Amit I., Adiconis X., Fan L., Raychowdhury R., Zeng Q., Chen Z., Mauceli E., Hacohen N., Gnirke A., Rhind N., di Palma F., Birren B.W., Nusbaum C., Lindblad-Toh K., Friedman N., Regev A. Full-length transcriptome assembly from RNA-Seq data without a reference genome. Nat. Biotechnol., 2011, vol. 29, no. 7, pp. 644-652. doi: 10.1038/nbt.1883

39. Gunther S., Lenz O. Lassa virus. Crit. Rev. Clin. Lab. Sci., 2004, vol. 41, no. 4, pp. 339-390. doi: 10.1080/10408360490497456

40. Hall R.J., Draper J.L., Nielsen F.G.G., Dutilh B.E. Beyond research: a primer for considerations on using viral metagenomics in the field and clinic. Front. Microbiol., 2015, vol. 6. doi: 10.3389/fmicb.2015.00224

41. Hong L.Z., Hong S., Wong H., Aw P., Yan C., Wilm A., de Sessions P.F., Lim S., Nagarajan N., Hibberd M.L., Quake S.R., Burkholder W.F. BAsE-Seq: a method for obtaining long viral haplotypes from short sequence reads. Genome Biol., 2014, vol. 15, no. 11:517. doi: 1fJ.1186/PREACCEPT-6768fJfJ1251451949

42. Houldcroft C.J., Beale M.A., Breuer J. Clinical and biological insights from viral genome sequencing. Nat. Rev. Microbiol., 2017, vol. 15, no. 3, pp. 183-192. doi: 10.1038/nrmicro.2016.182

43. Houldcroft C.J., Breuer J. Tales from the crypt and coral reef: the successes and challenges of identifying new herpesviruses using metagenomics. Front. Microbiol., 2015, vol. 6. doi: 10.3389/fmicb.2015.00188

44. Hue S., Gray E.R., Gall A., Katzourakis A., Tan C.P., Houldcroft C.J., McLaren S., Pillay D., Futreal A., Garson J.A., Pybus O.G., Kellam P., Towers G.J. Disease-associated XMRV sequences are consistent with laboratory contamination. Retrovirology, 2010, vol. 7, no. 1:111. doi: 10.1186/1742-4690-7-111

45. Hulo C., de Castro E., Masson P., Bougueleret L., Bairoch A., Xenarios I., Le Mercier P. ViralZone: a knowledge resource to understand virus diversity. Nucleic Acids Res., 2011, vol. 39, suppl. 1, pp. D576-D582. doi: 10.1093/nar/gkq901

46. Jaenicke S., Ander C., Bekel T., Bisdorf R., Droge M., Gartemann K.-H., Junemann S., Kaiser O., Krause L., Tille F., Zakrzewski M., Puhler A., Schluter A., Goesmann A. Comparative and joint analysis of two metagenomic datasets from a biogas fermenter obtained by 454-pyrosequencing. PLoS One, 2011, vol. 6, no. 1: e14519. doi: 10.1371/journal.pone.0014519

47. Jensen R.H., Mollerup S., Mourier T., Hansen T.A., Fridholm H., Nielsen L.P., Willerslev E., Hansen A.J., Vinner L. Target-dependent enrichment of virions determines the reduction of high-throughput sequencing in virus discovery. PLoS One, 2015, vol. 10, no. 4: e0122636. doi: 10.1371/journal.pone.0122636

48. Johnson T.A., Stedtfeld R.D., Wang Q., Cole J.R., Hashsham S.A., Looft T., Zhu Y.-G., Tiedje J.M. Clusters of antibiotic resistance genes enriched together stay together in swine agriculture. mBio, 2016, vol. 7, no. 2. doi: 10.1128/mBio.02214-15

49. Jones B.A., Grace D., Kock R., Alonso S., Rushton J., Said M.Y., McKeever D., Mutua F., Young J., McDermott J., Pfeiffer D.U. Zoonosis emergence linked to agricultural intensification and environmental change. Proc. Natl. Acad. Sci., 2013, vol. 110, no. 21, pp. 8399-8404. doi: 10.1073/pnas.1208059110

50. Karamitros T., Magiorkinis G. A novel method for the multiplexed target enrichment of MinION next generation sequencing libraries using PCR-generated baits. Nucleic Acids Res., 2015, vol. 43, no. 22, pp. e152-e152. doi: 10.1093/nar/gkv773

51. Karkhah A., Nouri H.R., Javanian M., Koppolu V., Masrour-Roudsari J., Kazemi S., Ebrahimpour S. Zika virus: epidemiology, clinical aspects, diagnosis, and control of infection. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2018, vol. 37, no. 11, pp. 2035-2043. doi: 10.1007/s10096-018-3354-z

52. Kent W.J. BLAT — the BLAST-like alignment tool. Genome Res., 2002, vol. 12, no. 4, pp. 656- 664. doi: 10.1101/gr.229202

53. Kimberlin D.W., Whitley R.J. Antiviral resistance: mechanisms, clinical significance, and future implications. J. Antimicrob. Chemother., 1996, vol. 37, no. 3, pp. 403-421.

54. Kireev D.E., Lopatukhin A.E., Murzakova A.V., Pimkina E.V., Speranskaya A.S., Neverov A.D., Fedonin G.G., Fantin Y.S., Shipulin G.A. Evaluating the accuracy and sensitivity of detecting minority HIV-1 populations by Illumina next-generation sequencing. J. Virol. Methods, 2018, vol. 261, pp. 40-45. doi: 10.1016/j.jviromet.2018.08.001

55. Kohl C., Brinkmann A., Dabrowski P.W., Radonic A., Nitsche A., Kurth A. Protocol for metagenomic virus detection in clinical specimens. Emerg. Infect. Dis., 2015, vol. 21, no. 1, pp. 48-57. doi: 10.3201/eid2101.140766

56. Kruppa J., Jo W.K., van der Vries E., Ludlow M., Osterhaus A., Baumgaertner W., Jung K. Virus detection in high-throughput sequencing data without a reference genome of the host. Infect. Genet. Evol., 2018, vol. 66, pp. 180-187. doi: 10.1016/j.meegid.2018.09.026

57. Kuiken C., Yusim K., Boykin L., Richardson R. The Los Alamos hepatitis C sequence database. Bioinformatics, 2005, vol. 21, no. 3, pp. 379-384. doi: 10.1093/bioinformatics/bth485

58. Kundu S., Lockwood J., Depledge D.P., Chaudhry Y., Aston A., Rao K., Hartley J.C., Goodfellow I., Breuer J. Next-generation whole genome sequencing identifies the direction of norovirus transmission in linked patients. Clin. Infect. Dis., 2013, vol. 57, no. 3, pp. 407-414. doi: 10.1093/cid/cit287

59. Langmead B., Salzberg S.L. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat. Methods, 2012, vol. 9, no. 4,pp. 357-359. doi: 10.1038/nmeth.1923

60. Langmead B., Trapnell C., Pop M., Salzberg S.L. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome Biol., 2009, vol. 10, no. 3: R25. doi: 10.1186/gb-2009-10-3-r25

61. Lecuit M., Eloit M. The diagnosis of infectious diseases by whole genome next generation sequencing: a new era is opening. Front. Cell. Infect. Microbiol., 2014, vol. 4. doi: 10.3389/fcimb.2()14.()()()25

62. Lee W.-P., Stromberg M.P., Ward A., Stewart C., Garrison E.P., Marth G.T. MOSAIK: a hash-based algorithm for accurate next-generation sequencing short-read mapping. PLoS One, 2014, vol. 9, no. 3: e90581. doi: 10.1371/journal.pone.0090581

63. Li C.-X., Shi M., Tian J.-H., Lin X.-D., Kang Y.-J., Chen L.-J., Qin X.-C., Xu J., Holmes E.C., Zhang Y.-Z. Unprecedented genomic diversity of RNA viruses in arthropods reveals the ancestry of negative-sense RNA viruses. eLife, 2015, vol. 4. doi: 10.7554/eLife.05378

64. Li C., Chng K.R., Boey E.J.H., Ng A.H.Q., Wilm A., Nagarajan N. INC-Seq: accurate single molecule reads using nanopore sequencing. GigaScience, 2016, vol. 5, no. 1. doi: 10.1186/s13742-016-0140-7

65. Lipkin W.I. A Vision for investigating the microbiology of health and disease. J. Infect. Dis., 2015, vol. 212, suppl. 1, pp. S26—S30. doi: 10.1093/infdis/jiu649

66. Liu P., Fang X., Feng Z., Guo Y.-M., Peng R.-J., Liu T., Huang Z., Feng Y., Sun X., Xiong Z., Guo X., Pang S.-S., Wang B., Lv X., Feng F.-T., Li D.-J., Chen L.-Z., Feng Q.-S., Huang W.-L., Zeng M.-S., Bei J.-X., Zhang Y., Zeng Y.-X. Direct sequencing and characterization of a clinical isolate of Epstein—Barr virus from nasopharyngeal carcinoma tissue by using next-generation sequencing technology. J. Virol., 2011, vol. 85, no. 21, pp. 11291—11299. doi: 10.1128/JVI.00823-11

67. Matranga C.B., Andersen K.G., Winnicki S., Busby M., Gladden A.D., Tewhey R., Stremlau M., Berlin A., Gire S.K., England E., Moses L.M., Mikkelsen T.S., Odia I., Ehiane P.E., Folarin O., Goba A., Kahn S.H., Grant D.S., Honko A., Hensley L., Happi C., Garry R.F., Malboeuf C.M., Birren B.W., Gnirke A., Levin J.Z., Sabeti P.C. Enhanced methods for unbiased deep sequencing ofLassa and Ebola RNA viruses from clinical and biological samples. Genome Biol, 2014, vol. 15, no. 11. doi: 10.1186/s13059-014-0519-7

68. Matsvay A.D., Alborova I.E., Pimkina E.V., Markelov M.L., Khafizov K., Mustafin K.K. Experimental approaches for ancient DNA extraction and sample preparation for next generation sequencing in ultra-clean conditions. Conserv. Genet. Resour., 2018. doi: 10.1007/s12686-018-1016-1

69. Mbisa J.L., Fearnhill E., Dunn D.T., Pillay D., Asboe D., Cane P.A. Evidence of self-sustaining drug resistant HIV-1 lineages among untreated patients in the United Kingdom. Clin. Infect. Dis., 2015, vol. 61, no. 5, pp. 829—836. doi: 10.1093/cid/civ393

70. Miia J.-V., Tiina N., Tarja S., Olli V., Liisa S., Anita H. Evolutionary trends of European bat lyssavirus type 2 including genetic characterization of Finnish strains of human and bat origin 24 years apart. Arch. Virol., 2015, vol. 160, no. 6, pp. 1489—1498. doi: 10.1007/s00705-015-2424-0

71. Mlakar J., Korva M., Tul N., Popovic M., Poljsak-Prijatelj M., Mraz J., Kolenc M., Resman Rus K., Vesnaver Vipotnik T., Fabjan Vodusek V., Vizjak A., Pizem J., Petrovec M., Avsic Zupanc T. Zika virus associated with microcephaly. N. Engl. J. Med., 2016, vol. 374, no. 10, pp. 951-958. doi: 10.1056/NEJMoa1600651

72. Morfopoulou S., Brown J.R., Davies E.G., Anderson G., Virasami A., Qasim W., Chong W.K., Hubank M., Plagnol V., Desforges M., Jacques T.S., Talbot P.J., Breuer J. Human Coronavirus OC43 associated with fatal encephalitis. N. Engl. J. Med., 2016, vol. 375, no. 5, pp. 497-498. doi: 10.1056/NEJMc1509458

73. Mulcahy-O’Grady H., Workentine M.L. The challenge and potential of metagenomics in the clinic. Front. Immunol., 2016, vol. 7. doi: 10.3389/fimmu.2016.00029

74. Munro A.C., Houldcroft C. Human cancers and mammalian retroviruses: should we worry about bovine leukemia virus? Future Virol, 2016, vol. 11, no. 3, pp. 163-166. doi: 10.2217/fvl.16.5

75. Naccache S.N., Greninger A.L., Lee D., Coffey L.L., Phan T., Rein-Weston A., Aronsohn A., Hackett J., Delwart E.L., Chiu C.Y. The perils of pathogen discovery: origin of a novel parvovirus-like hybrid genome traced to nucleic acid extraction spin columns. J. Virol, 2013, vol. 87, no. 22,pp. 11966-11977. doi: 10.1128/JVI.02323-13

76. Newman R.M., Kuntzen T., Weiner B., Berical A., Charlebois P., Kuiken C., Murphy D.G., Simmonds P., Bennett P., Lennon N.J., Birren B.W., Zody M.C., Allen T.M., Henn M.R. Whole genome pyrosequencing of rare hepatitis C virus genotypes enhances subtype classification and identification of naturally occurring drug resistance variants. J. Infect. Dis., 2013, vol. 208, no. 1, pp. 17-31. doi: 10.1093/infdis/jis679

77. Ocwieja K.E., Sherrill-Mix S., Mukherjee R., Custers-Allen R., David P., Brown M., Wang S., Link D.R., Olson J., Travers K., Schadt E., Bushman F.D. Dynamic regulation of HIV-1 mRNA populations analyzed by single-molecule enrichment and long-read sequencing. Nucleic Acids Res., 2012, vol. 40, no. 20, pp. 10345-10355. doi: 10.1093/nar/gks753

78. Oude Munnink B.B., Jazaeri Farsani S.M., Deijs M., Jonkers J., Verhoeven J.T.P., Ieven M., Goossens H., de Jong M.D., Berkhout B., Loens K., Kellam P., Bakker M., Canuti M., Cotten M., van der Hoek L. Autologous antibody capture to enrich immunogenic viruses for viral discovery. PLoS One, 2013, vol. 8, no. 11: e78454. doi: 10.1371/journal.pone.0078454

79. Palser A.L., Grayson N.E., White R.E., Corton C., Correia S., Baabdullah M.M., Watson S.J., Cotten M., Arrand J.R., Murray P.G., Allday M.J., Rickinson A.B., Young L.S., Farrell P.J., Kellam P. Genome diversity of Epstein—Barr Virus from multiple tumor types and normal infection. J. Virol., 2015, vol. 89, no. 10, pp. 5222-5237. doi: 10.1128/JVI.03614-14

80. Parameswaran P., Charlebois P., Tellez Y., Nunez A., Ryan E.M., Malboeuf C.M., Levin J.Z., Lennon N.J., Balmaseda A., Harris E., Henn M.R. Genome-wide patterns of intrahuman dengue virus diversity reveal associations with viral phylogenetic clade and interhost diversity. J. Virol., 2012, vol. 86, no. 16, pp. 8546-8558. doi: 10.1128/JVI.00736-12

81. Pfeffer M., Proebster B., Kinney R.M., Kaaden O.R. Genus-specific detection of alphaviruses by a semi-nested reverse transcription-polymerase chain reaction. Am. J. Trop. Med. Hyg, 1997, vol. 57, no. 6, pp. 709-718.

82. Pickett B.E., Sadat E.L., Zhang Y., Noronha J.M., Squires R.B., Hunt V., Liu M., Kumar S., Zaremba S., Gu Z., Zhou L., Larson C.N., Dietrich J., Klem E.B., Scheuermann R.H. ViPR: an open bioinformatics database and analysis resource for virology research. Nucleic Acids Res, 2012, vol. 40, no. D1, pp. D593-D598. doi: 10.1093/nar/gkr859

83. Power R.A., Davaniah S., Derache A., Wilkinson E., Tanser F., Gupta R.K., Pillay D., de Oliveira T. Genome-Wide Association Study of HIV Whole Genome Sequences Validated using Drug Resistance. PLoS One, 2016, vol. 11, no. 9: e0163746. doi: 10.1371/journal.pone.0163746

84. Quick J., Loman N.J., Duraffour S., Simpson J.T., Severi E., Cowley L., Bore J.A., Koundouno R., Dudas G., Mikhail A., Ouedraogo N., Afrough B., Bah A., Baum J.H.J., Becker-Ziaja B., Boettcher J.P., Cabeza-Cabrerizo M., Camino-Sanchez A., Carter L.L., Doerrbecker J., Enkirch T., Dorival I.G., Hetzelt N., Hinzmann J., Holm T., Kafetzopoulou L.E., Koropogui M., Kosgey A., Kuisma E., Logue C.H., Mazzarelli A., Meisel S., Mertens M., Michel J., Ngabo D., Nitzsche K., Pallasch E., Patrono L.V., Portmann J., Repits J.G., Rickett N.Y., Sachse A., Singethan K., Vitoriano I., Yemanaberhan R.L., Zekeng E.G., Racine T., Bello A., Sall A.A., Faye O., Faye O., Magassouba N., Williams C.V., Amburgey V., Winona L., Davis E., Gerlach J., Washington F., Monteil V., Jourdain M., Bererd M., Camara A., Somlare H., Camara A., Gerard M., Bado G., Baillet B., Delaune D., Nebie K.Y., Diarra A., Savane Y., Pallawo R.B., Gutierrez G.J., Milhano N., Roger I., Williams C.J., Yattara F., Lewandowski K., Taylor J., Rachwal P., J. Turner D., Pollakis G., Hiscox J.A., Matthews D.A., Shea M.K.O., Johnston A.M., Wilson D., Hutley E., Smit E., Di Caro A., Wolfel R., Stoecker K., Fleischmann E., Gabriel M., Weller S.A., Koivogui L., Diallo B., Ke’ita S., Rambaut A., Formenty P., Gunther S., Carroll M.W. Real-time, portable genome sequencing for Ebola surveillance. Nature, 2016, vol. 530, no. 7589, pp. 228—232. doi: 10.1038/nature16996

85. Renzette N., Bhattacharjee B., Jensen J.D., Gibson L., Kowalik T.F. Extensive genome-wide variability of Human cytomegalovirus in congenitally infected infants. PLoS Pathog., 2011, vol. 7, no. 5: e1001344. doi: 10.1371/journal.ppat.1001344

86. Reyes G.R., Kim J.P. Sequence-independent, single-primer amplification (SISPA) of complex DNA populations. Mol. Cell. Probes, 1991, vol. 5, no. 6, pp. 473-481. doi: 10.1016/S0890-8508(05)80020-9

87. Rhee S.-Y., Margeridon-Thermet S., Nguyen M.H., Liu T.F., Kagan R.M., Beggel B., Verheyen J., Kaiser R., Shafer R.W. Hepatitis B virus reverse transcriptase sequence variant database for sequence analysis and mutation discovery. Antiviral Res., 2010, vol. 88, no. 3, pp. 269-275. doi: 10.1016/j.antiviral.2010.09.012

88. Rosseel T., Pardon B., De Clercq K., Ozhelvaci O., Van Borm S. False-positive results in metagenomic virus discovery: a strong case for follow-up diagnosis. Transbound. Emerg. Dis., 2014, vol. 61, no. 4, pp. 293-299. doi: 10.1111/tbed.12251

89. Sabina J., Leamon J.H. Bias in whole genome amplification: causes and considerations. In: Whole genome amplification; ed. Kroneis T. New York, NY: Springer New York, 2015, vol. 1347, pp. 15-41. doi: 10.1007/978-1-4939-2990-02

90. Safonova M.V., Shchelkanov M.Y., Khafizov K., Matsvay A.D., Ayginin A.A., Dolgova A.S., Shchelkanov E.M., Pimkina E.V., Speranskaya A.S., Galkina I.V., Dedkov V.G. Sequencing and genetic characterization of two strains Paramushir virus obtained from the Tyuleniy Island in the Okhotsk Sea (2015). Ticks Tick-Borne Dis., 2018. doi: 10.1016/j.ttbdis.2018.11.004

91. Salter S.J., Cox M.J., Turek E.M., Calus S.T., Cookson W.O., Moffatt M.F., Turner P., Parkhill J., Loman N.J., Walker A.W. Reagent and laboratory contamination can critically impact sequence-based microbiome analyses. BMC Biol., 2014, vol. 12, no. 1. doi: 10.1186/s12915-014-0087-z

92. Sauvage V., Eloit M. Viral metagenomics and blood safety. Transfus. Clin. Biol., 2016, vol. 23, no. 1, pp. 28-38. doi: 10.1016/j. tracli.2015.12.002

93. Schmidt K., Mwaigwisya S., Crossman L.C., Doumith M., Munroe D., Pires C., Khan A.M., Woodford N., Saunders N.J., Wain J., O’Grady J., Livermore D.M. Identification of bacterial pathogens and antimicrobial resistance directly from clinical urines by nanopore-based metagenomic sequencing. J. Antimicrob. Chemother., 2017, vol. 72, no. 1, pp. 104-114. doi: 10.1093/jac/dkw397

94. Shafer R.W. Rationale and uses of a public HIV drug-resistance database. J. Infect. Dis., 2006, vol. 194, suppl. 1, pp. S51-S58. doi: 10.1086/505356

95. Shi M., Lin X.-D., Chen X., Tian J.-H., Chen L.-J., Li K., Wang W., Eden J.-S., Shen J.-J., Liu L., Holmes E.C., Zhang Y.-Z. The evolutionary history ofvertebrate RNA viruses. Nature, 2018, vol. 556, no. 7700,pp. 197-202. doi: 10.1038/s41586-018-0012-7

96. Shi M., Lin X.-D., Tian J.-H., Chen L.-J., Chen X., Li C.-X., Qin X.-C., Li J., Cao J.-P., Eden J.-S., Buchmann J., Wang W., Xu J., Holmes E.C., Zhang Y.-Z. Redefining the invertebrate RNA virosphere. Nature, 2016, vol. 540, no. 7634, pp. 539-543. doi: 10.1038/nature20167

97. Speranskaya A.S., Khafizov K., Ayginin A.A., Krinitsina A.A., Omelchenko D.O., Nilova M.V., Severova E.E., Samokhina E.N., Shipulin G.A., Logacheva M.D. Comparative analysis of Illumina and Ion Torrent high-throughput sequencing platforms for identification of plant components in herbal teas. Food Control, 2018, vol. 93, pp. 315-324. doi: 10.1016/j.foodcont.2018.04.040

98. Speranskaya A.S., Lopatukhin A.E., Khafizov K., Ayginin A.A., Korneenko E.V., Kireev D.E., Shipulin G.A. Evaluation of MinION nanopore platform for HIV whole coding regions sequencing. Bioinformatics of genome regulation and structure/systems biology: The Eleventh International Conference, 2018. doi: 10.18699/BGRSSB-2018-059

99. Stano M., Beke G., Klucar L. viruSITE — integrated database for viral genomics. Database, 2016, vol. 2016,p. baw162. doi: 10.1093/database/baw162

100. Thomson E., Ip C.L.C., Badhan A., Christiansen M.T., Adamson W., Ansari M.A., Bibby D., Breuer J., Brown A., Bowden R., Bryant J., Bonsall D., Da Silva Filipe A., Hinds C., Hudson E., Klenerman P., Lythgow K., Mbisa J.L., McLauchlan J., Myers R., Piazza P., Roy S., Trebes A., Sreenu V.B., Witteveldt J., STOP-HCV Consortium, Barnes E., Simmonds P. Comparison of next-generation sequencing technologies for comprehensive assessment of full-length hepatitis C viral genomes. J. Clin. Microbiol., 2016, vol. 54, no. 10, pp. 2470-2484. doi: 10.1128/JCM.00330-16

101. Travers K.J., Chin C.-S., Rank D.R., Eid J.S., Turner S.W. A flexible and efficient template format for circular consensus sequencing and SNP detection. Nucleic Acids Res., 2010, vol. 38, no. 15, pp. e159-e159. doi: 10.1093/nar/gkq543

102. Tsangaras K., Wales N., Sicheritz-Ponten T., Rasmussen S., Michaux J., Ishida Y., Morand S., Kampmann M.-L., Gilbert M.T.P., Greenwood A.D. Hybridization capture using short PCR products enriches small genomes by capturing flanking sequences (CapFlank). PLoS One, 2014, vol. 9, no. 10: e109101. doi: 10.1371/journal.pone.0109101

103. Tweedy J., Spyrou M.A., Donaldson C.D., Depledge D., Breuer J., Gompels U.A. Complete genome sequence of the Human Herpesvirus 6A strain AJ from Africa resembles strain GS from North America. Genome Announc., 2015, vol. 3, no. 1. doi: 10.1128/genomeA.01498-14

104. UFO Sequencing Consortium within the I-BFM Study Group, Forster M., Szymczak S., Ellinghaus D., Hemmrich G., Ruhlemann M., Kraemer L., Mucha S., Wienbrandt L., Stanulla M., Franke A. Vy-PER: eliminating false positive detection of virus integration events in next generation sequencing data. Sci. Rep., 2015, vol. 5, no. 1. doi: 10.1038/srep11534

Источник